【第四届检验与临床（血液与体液）思维案例大赛总决赛稿件】
作者 | 陈禾惠1，徐天虹2
单位 | 复旦大学附属中山医院：1.检验科，2.血液科
汇报人 | 陈禾惠，许金枝
前 言
浆细胞样树突状细胞（Plasmacytoid dendritic cells, pDCs）是树突状细胞一个独特的亚群，来源于骨髓多能造血干细胞，是人体内罕见且重要的免疫细胞，连接着先天性与获得性免疫。当其发生恶性转化时，pDCs会形成血液肿瘤。
目前已发现的与pDCs相关的血液肿瘤有两种：一类是母细胞性浆细胞样树突状细胞肿瘤（Blastic Plasmacytoid Dendritic Cell Neoplasm, BPDCN）；另一类是与髓系肿瘤相关的成熟pDC增殖（Mature plasmacytoid dendritic cell proliferation, MPDCP），主要伴发于慢性粒单核细胞白血病(Chronic myelomonocytic leukemia , CMML)、急性髓系白血病（Acute myelocytic leukemia，AML）或骨髓增生异常综合征（Myelodysplastic Syndrome，MDS）[1]。pDCs增殖在急性淋巴细胞白血病中极为罕见，现报道一例伴成熟pDCs增殖的早前T细胞急性淋巴细胞白血病病例。
案例经过
患者，男，58岁，以咳嗽、咳黄脓痰伴发热至当地医院就诊，肺部CT提示右下肺门区占位，伴纵隔多发淋巴结肿大。血常规示白细胞2.67×109/L、血红蛋白135g/L、血小板65×109/L，未予外院治疗，遂求诊于我院。我院以“肺部占位，白细胞及血小板减低”收入呼吸科。
入院后完善相关检查，血常规示三系下降，外周血白细胞分类见2%原幼细胞，考虑血液系统肿瘤可能，故转入血液科以进一步完善骨髓细胞形态学、免疫学、细胞遗传学及分子生物学检查。
患者骨髓涂片见大量原始细胞，此类细胞POX染色呈阴性，除圆形或类圆形原幼细胞外，另见部分细胞存在异常拖尾现象。
骨髓流式细胞免疫分型结果也提示患者骨髓内存在两群异常细胞，一群考虑为恶性克隆性原始T细胞，表达CD34、CD7、CD38及末端脱氧核苷酸转移酶(Terminal deoxynucleotidyl Transferase, TdT)，部分表达HLA-DR、CD13、CD33及胞内CD3，不表达胞膜CD3、CD117、CD123、CD2、CD5、CD4、CD8、CD1a及髓过氧化物酶（Myeloperoxidase, MPO），考虑为早前T细胞急性淋巴细胞；
另一群为成熟浆细胞样树突状细胞，表达CD123、HLA-DR、CD4、CD45RA、CD303，部分表达CD7、CD38，不表达CD34、CD56、CD13、CD33、CD14、CD64、CD16、CD3、MPO及TdT，明确拖尾细胞为成熟pDCs。
综合患者临床表现及各项实验室结果，考虑诊断为极为罕见的伴成熟pDCs增殖的早前T细胞急性淋巴细胞白血病（Early T-cell precursor lymphoblastic leukemia，ETP-ALL）。
检验案例分析
01
入院史：
患者2023年12月下旬出现咳嗽、咳黄脓痰伴发热至当地医院就诊，查肺部CT提示右下肺门区占位，伴纵隔多发淋巴结肿大，两肺炎症，两肺陈旧性病灶。血常规示白细胞2.67×109/L、血红蛋白135g/L、血小板65×109/L，未予外院治疗，遂于我院就诊，以“肺部占位，白细胞及血小板减低”收入呼吸科。
02
一般实验室检查：
1、血常规检验：红细胞3.04×1012/L、白细胞1.2×109/L、血红蛋白106g/L、血小板55×109/L，外周血白细胞分类见2%原幼细胞。
2、凝血检验：凝血酶原时间14.5s，国际标准化比值1.28，凝血酶时间17.8s，活化部分凝血活酶时间26.0s，纤维蛋白原184mg/dL，D-二聚体4.74mg/L，纤维蛋白原降解产物11.67μg/mL。
3、血液生化检验：总胆红素16.4μmol/L，直接胆红素8.7μmol/L，总蛋白74 g/L，白蛋白28 g/L，球蛋白46g/L，丙氨酸氨基转移酶27 U/L，天门冬氨酸氨基转移酶65U/L，碱性磷酸酶164U/L，γ-谷氨酰转移酶258U/L，总胆汁酸30.1U/L，乳酸脱氢酶318U/L，可溶性转铁蛋白受体1.18mg/L，血清铁14.8μmol/L，不饱和铁结合力10μmol/L，转铁蛋白饱和度60%，转铁蛋白1.43g/L，免疫球蛋白G 30.83g/L，免疫球蛋白A 5.69 g/L，免疫球蛋白M 1.21 g/L，免疫球蛋白E 120IU/mL。
4、血液免疫检验：铁蛋白809.0ng/mL，维生素B12 915.7pg/mL，叶酸4.4 ng/mL，抗核抗体颗粒型1：100，抗β2-糖蛋白1抗体37.7RU/mL。
03
为明确诊断，患者行骨髓穿刺，并进一步完善如下检查：
1、骨髓细胞学检查：骨髓涂片检查示骨髓增生极度活跃，髓象中原幼细胞比例明显升高，占40.5%，此类细胞体积偏小且大小略不一，约18~25μm，呈圆形或类圆形，胞核亦呈圆形或椭圆形，染色质细致紧密，核仁大都隐约不清，胞浆量中等，呈蓝色或灰蓝色，浆内大多无颗粒（见图1蓝色箭头所指），另见部分细胞有明显拖尾现象（见图1红色箭头所指），该类细胞POX染色呈阴性；粒系增生相对受抑，红、巨二系增生尚可。结合细胞形态及POX染色考虑该患者为急性淋巴细胞白血病可能，伴组织样细胞增生待排。
注：蓝色箭头所指为呈圆形或类圆形的原幼细胞，红色箭头所指为有拖尾现象的细胞。
图1 患者骨髓涂片及POX染色涂片结果1000×
2、骨髓流式细胞免疫分型检验：骨髓流式可见2群异常细胞，一群为恶性原始T细胞，约占有核细胞43.9%（见图2红色细胞群），该群细胞侧向散射光较低，位于CD45阴性/弱阳性区域，表达CD34、CD7、CD38及TdT，部分表达HLA-DR、CD13、CD33及胞内CD3，不表达胞膜CD3、CD117、CD123、CD2、CD5、CD4、CD8、CD1a及MPO，结合病史及免疫分型结果，考虑为急性白血病，倾向早前T细胞急性淋巴细胞白血病可能。
另一群为成熟浆细胞样树突细胞状细胞，约占有核细胞14.5%（见图2天蓝色细胞群），该群细胞侧向散射光中等，位于CD45阳性区，表达CD123、HLA-DR、CD4、CD45RA、CD303，部分表达CD7、CD38，不表达CD34、CD56、CD13、CD33、CD14、CD64、CD16、CD3、MPO及TdT。
注：红色细胞群为早前T细胞急性淋巴细胞，天蓝色细胞群为浆细胞样树突状细胞
图2 该患者流式细胞术免疫分型结果
3、骨髓病理活检：骨髓镜下可见弥漫增生异常细胞，约占骨髓有核细胞的70%。免疫组化：CD3(少数弱+)；CD5(-)；CD20(-)；PAX-5(-)；Ki-67(约40%阳性)；MPO(-)；CD34(部分+)；CD117(-)；CD68(PGM1)(少数弱+)；Lysozyme(-)；CD56(部分弱+)；CD138(-)；CD61(巨核+)；CD71(有核红+)；TdT(少数+)；CD10(少数弱+)；CD79a(弱+)；CD7(部分+)；CD4(部分+)；CD8(-)；CD123(+)；CD2(少数+)。结合病史及免疫组化结果，考虑为急性白血病，倾向T淋巴母细胞性白血病，伴CD123阳性表达。
4、染色体核型分析：47,XY,+10[3]/46,XY[17]，提示样本中有与肿瘤相关的获得性克隆性染色体异常。
图3 该患者染色体核型分析结果
5、基因检测：基因检测结果示BCOR、DNMT3A、IDH2、NRAS、NOTCH1、GNAS基因存在变异。
综合实验室各项检测结果，该患者诊断为伴成熟浆细胞样树突状细胞增殖的早期T细胞前体急性淋巴细胞性白血病。
患者以“肺部占位，白细胞及血小板减低”收入我院呼吸科后，行入院检查。当日血常规结果示患者三系减低，外周血细胞分类见2%原幼细胞，考虑患者血液系统肿瘤可能性大，随即联系床位医生，告知情况，并建议血液科会诊。
会诊后，该患者转入血液科，完善骨穿及相关检查。骨髓细胞形态学初步见40.5%原幼细胞，POX染色呈阴性，考虑急性淋巴细胞白血病可能性大，随后立即联系临床开具急性白血病相关流式及分子生物学检测。
骨髓流式免疫分型中也见到约43.9%恶性原始T细胞，该群细胞侧向散射光较低，位于CD45阴性/弱阳性区域，表达CD34、CD7、CD38及TdT，部分表达HLA-DR、CD13、CD33及胞内CD3，不表达胞膜CD3、CD117、CD123、CD2、CD5、CD4、CD8、CD1a及MPO，结合形态及免疫分型结果，考虑该患者为ETP-ALL，由于该型T-ALL具有较特殊的基因突变谱，随即与临床沟通后，建议除急淋相关基因检测外，应加做髓系前体肿瘤相关基因。
此外，骨髓涂片中发现除典型圆形或类圆形白血病细胞外，还有一部分细胞存在明显拖尾现象，核染色质略细致疏松。随即联系流式岗位工作人员，果然在流式检测设门中也发现除ETP-ALL幼稚细胞群外，还存在另一群异常细胞。
该群细胞约占有核细胞的14.5%，高表达CD123，位于CD45阳性区，侧向散射光中等，易于单核细胞混淆，但该群细胞不表达CD16、CD13、CD14、CD64等粒、单系标记，可排除非经典单核细胞可能，且该群细胞还表达HLA-DR、CD4、CD45RA，但不表达CD56，结合形态学提示部分细胞存在拖尾现象，怀疑该群细胞可能为浆细胞样树突状细胞，然而此时缺乏CD303、CD304等特征标记加以确证。
急性白血病伴pDCs增殖多出现于AML，在ALL中罕见，查阅文献仅见一例报道示ETP-ALL伴pDCs增殖，且该报道中pDCs细胞CD56阳性，为BPDCN细胞，与本例表达有所差异。
然而考虑到如此高比例的pDCs出现在骨髓，为肿瘤性增殖的可能性大，随即告知临床异常情况并询问患者是否伴有色斑、斑块样皮肤病变，然而临床医生告知该患者并无皮肤病变。
幸运的是，通过科研途径，我们及时获得了CD303抗体，并补充该标记，该群细胞显示CD303阳性，确证该群细胞为pDC细胞，且综合其表型，考虑该患者为成熟pDCs增殖，即MPDCP。
此外，随后的基因检测也示该患者同时存在髓、淋两系相关突变，骨髓活检亦提示倾向T淋巴母细胞性白血病。综合上述各项实验室检查，考虑该患者为伴成熟pDCs增殖的ETP-ALL。
临床案例分析
由于外院CT提示右下肺门区占位，最初怀疑该患者为肺部MT，并以“肺部占位，白细胞及血小板减低”收入我院呼吸科后，行入院检查。当日血常规结果示患者三系减低，且较外院血常规结果三系均明显下降，外周血涂片中见2%原幼细胞，急性白血病已初现端倪，血常规镜检老师立即与呼吸科床位医生联系，告知该患者血液系统肿瘤可能性大，建议血液科会诊。
入院后的超声支气管镜检查也未见到肺癌证据，遂于会诊后该患者转入血液科，行骨髓穿刺，完善MICM检查。当日，骨髓形态学老师联系我们提示该患者为ALL可能大，我们便开具了ALL相关流式及分子生物学检测。
随后流式免疫分型结果示该患者为ETP-ALL，岗位老师立即与我们沟通，建议补充AML相关分子生物学检测。ETP-ALL是2016版WHO中新纳入的一种T-ALL特殊亚型，具有T细胞、NK细胞及髓系细胞的多向分化潜能，具有侵袭性高、难缓解、易复发等特点[1]。
由于其免疫表型极具特征，因此该亚型的诊断主要依赖于细胞免疫分型，在诊断中需要与T/髓混合白血病、Near ETP-ALL以及其他类型T-ALL进行鉴别。患者该群原始细胞表达CD34、CD7、CD38及TdT，部分表达HLA-DR及胞浆CD3，CD19、胞浆CD79a、胞浆CD22、MPO、CD14、CD64等B淋巴细胞、粒系及单核系特征标记均不表达，可排除急性混合表型白血病（Mixed phenotype acute leukemia，MPAL）可能[1]，且CD5为阴性可排除Near ETP-ALL，结合其表达CD34、CD13、CD33等髓系/干细胞抗原，该患者ETP-ALL诊断明确。
患者的诊断本应告一段落，然而在骨髓形态学和流式免疫分型两位老师的细心工作及沟通下，发现该患者除ETP-ALL外还伴有pDCs的增殖，该患者虽无皮肤病变，但细胞形态具有拖尾特征，免疫表型证据充分，因此最终诊断为伴成熟pDCs增殖的ETP-ALL。
目前，在最新版WHO中将肿瘤性pDCs增殖主要分为两类，一类是原始浆细胞样树突细胞肿瘤，即BPDCN；另一类为成熟浆细胞样树突细胞增殖，即MPDCP。从白血病的角度出发，成熟pDCs的增生一般多见于CMML、AML及MDS等髓系肿瘤，尤其是CMML和急性单核细胞白血病，这可能是由于树突细胞与单核细胞来源于同一个祖细胞，而发生pDCs增殖时，它们可能起源于同一个克隆。
目前部分研究提示在伴pDCs增殖的髓系肿瘤中，pDCs细胞存在于白血病细胞相同的突变，如在CMML患者骨髓中克隆性pDCs存在大量RAS通路突变[2]，pDCs在AML中的增殖常伴有RUNX1突变[3]。
最终该患者诊断为罕见的ETP-ALL伴成熟pDCs增殖，我们考虑可能是由于ETP-ALL细胞处于干细胞早期阶段具有髓系分化潜能，推测本例患者具有与髓系肿瘤伴MPDCP相似的致病机理，且该患者也检测到了与RAS通路相关的NRAS突变。
目前对于ETP-ALL的治疗原则为首选临床试验，次之为多药联合的化疗方案，目前主要参照Ph染色体阴性的B-ALL的治疗方案，然而该患者同时伴有pDCs增殖，可能该ETP-ALL具有更强的髓系分化潜能，在治疗方案选择上应兼顾髓、淋两系。但可惜的是由于该患者家庭经济困难，未能进行后续治疗。
知识拓展
早期T细胞前体急性淋巴细胞性白血病是一种特殊类型的急性淋巴细胞性白血病，被认为是一种高风险的亚型，处于早期干细胞阶段，该类患者的预后较差[1]。
作为一种罕见的血液系统肿瘤，约占成人急性淋巴细胞白血病的5%~10%，在形态学上，该类细胞与原幼淋巴及其他急性淋巴细胞白血病相似，胞体小至中等，胞质极少且核仁不明显[1]。
然而它的免疫表型极具特征，不同于其他T-ALL亚型，该类细胞高表达CD7，缺乏CD8和CD1a的表达，此外还表达一个或多个髓系或干细胞标记，包括CD34、CD117、HLA-DR、CD13、CD33、CD11b和CD65；该类细胞通常表达胞浆CD3，极少病例可表达胞膜CD3，还可表达CD2或CD4，CD5通常为阴性，若为阳性，表达比例也不应超过异常细胞群的75%[1]。
ETP-ALL的基因突变谱更相近于AML，常存在FLT3、NRAS/KRAS、DNMT3A、IDH1和IDH2等髓系相关基因突变，往往影响细胞的增殖和分化；与典型T-ALL相比，ETP-ALL中NOTCH1、FBXW7、CDKN1/2等与ALL相关的突变少见[1]。
pDCs与传统树突细胞相同，细胞表面均表达FLT3受体，在骨髓中受FLT3信号的诱导进行分化、增殖，pDCs成熟后会离开骨髓进入淋巴结及外周血，在正常骨髓和外周血中，pDCs占所有有核细胞的不到1%[4]。
pDCs专门分泌高水平的I型干扰素，以此在抗病毒免疫中起着至关重要的作用，并与多种自身免疫性和炎症性疾病的发生和发展有关[5]。
虽然目前WHO将浆细胞样树突细胞肿瘤分为两类：成熟与原始，但在既往文献报道中，髓系肿瘤相关的pDCs增殖常见于以下三种情况：
(1)与髓系肿瘤相关的成熟pDC增殖，此类pDCs免疫表型与成熟pDCs相似，通常表达CD123、CD303、CD304，不表达CD34、CD56及TdT，可伴有CD2、CD5、CD7、CD13、CD33的表达，最常见于CMML；
(2)髓系肿瘤伴pDC分化，这类pDCs表现出从早期未成熟到成熟的表达谱，其特征为与AML细胞共同表达CD34、CD117、CD123、CD13、TdT等标记，最常见于AML；
(3)伴BPDCN的髓系肿瘤，此类pDCs与BPDCN同源，均来自于CD4+CD56+的pDC前体细胞，是一个独立的克隆过程[6]。
由于三者免疫表型存在差异性，流式细胞术可以很好地区分、鉴别不同的pDCs增殖亚型，辅助临床诊疗。
虽然pDCs即可来自于髓系祖细胞也可来自于淋系祖细胞，然而在目前的报道中pDCs的增殖似乎总是与髓系肿瘤相关[7]。pDCs的增殖在ALL中极为罕见，少部分学者研究了ALL中的pDCs，在B-ALL中患者骨髓内pDCs水平与功能明显下降，导致患者免疫系统受损、抗白血病免疫反应小；在T-ALL中患者骨髓内pDCs水平与功能与正常健康人相比无显著变化，部分研究认为T-ALL中的pDCs可促进T-ALL细胞的增殖[8-10]。
目前，pDCs在ALL发生、发展，诊疗及预后中的作用仍不明晰。虽然pDCs增殖多见于髓系肿瘤，但目前对于其致病机制尚不清楚，部分研究提示在CMML患者骨髓中存在大量携带激活RAS通路突变的克隆性MPDCP细胞[2]，而在pDC-AML中，pDCs的增殖通常与AML伴RUNX1突变有关[3]。
案例总结
本案例患者“以肺部占位，白细胞及血小板减低”入院，随后完善各类实验室检查，其中骨髓细胞形态学及流式细胞免疫学检查发现异常及时与临床沟通，并提出进一步深入检测建议，在本案例的诊断中起到了重要作用。
骨髓细胞形态学发现较多异常原幼细胞，且伴有部分拖尾的组织样细胞增生，结合流式免疫分型结果，明确恶性原始细胞群类型为ETP-ALL，并解开了骨髓涂片中的拖尾细胞之谜——成熟pDCs。
染色体核型分析及基因检测也为本案例的诊疗提供了帮助，最终明确了该例极为罕见的伴成熟pDCs增殖的ETP-ALL的诊断。目前在ETP-ALL中有关pDCs增殖的报道罕见，仅见一例发现ETP-ALL伴BPDCN增殖，尚未见到有关ETP-ALL伴成熟pDCs增殖的文献。
然而遗憾的是，患者由于家庭经济困难，未能进行后续治疗，且由于实验室缺乏分选仪器无法分别对两类细胞进行基因检测，区分其突变谱，深入了解致病机理，望将来对该病因能有进一步探索。
专家点评
点评专家：陈朴 复旦大学附属中山医院检验科
这是一例极其罕见的伴成熟pDCs增殖的ETP-ALL病例。该案例病理情况复杂，患者骨髓内同时出现ETP-ALL恶性克隆细胞和pDCs，两者均是近十年才逐渐被人们认知并确立诊断分型的发生率极低的疾病实体，组合出现在临床上更是极为罕见，增加了诊断的挑战性。但多学科的合作，完善的MICM检查将这些困难抽丝剥茧、逐一攻破，在快速直观的形态学诊断中发现异常端倪，与临床、流式免疫学检测平台及时沟通，添加罕见标志物检测，明确异常细胞类型，并回顾相关文献，综合病史、临床表现，最终明确罕见诊断。此外，该病例也给我们提示，pDCs的增殖非髓系肿瘤所独有，在ETP-ALL这类极早期的淋系前体肿瘤中也可出现。这也为目前学界尚存争议的pDCs的起源带来了深层次的思考。本案例的分享开拓了我们对这类疾病的认识，其背后的致病原因、异常细胞的起源、克隆演变的过程、治疗的方向与靶点都值得探索，今后针对此罕见病的诊断、分类或能有进一步的细化与更新。
【参考文献】
[1] Arber DA, Orazi A, Hasserjian R, et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia [J]. Blood,2016,127 (20): 2391-2405.
[2] Lucas N, Duchmann M, Rameau P, et al. Biology and prognostic impact of clonal plasmacytoid dendritic cells in chronic myelomonocytic leukemia [J]. Leukemia,2019,33 (10): 2466-2480.
[3] Zalmaï L, Viailly PJ, Biichle S, et al. Plasmacytoid dendritic cells proliferation associated with acute myeloid leukemia: phenotype profile and mutation landscape [J]. Haematologica,2021,106 (12): 3056-3066.
[4] Reizis B. Plasmacytoid Dendritic Cells: Development, Regulation, and Function [J]. Immunity,2019,50 (1): 37-50.
[5] Alculumbre S, Raieli S, Hoffmann C, et al. Plasmacytoid pre-dendritic cells (pDC): from molecular pathways to function and disease association [J]. Seminars in cell & developmental biology,2019,86 24-35.
[6] El Hussein S, Wang W. Plasmacytoid dendritic cells in the setting of myeloid neoplasms: Diagnostic guide to challenging pathologic presentations [J]. British journal of haematology,2023,200 (5): 545-555.
[7] Facchetti F, Cigognetti M, Fisogni S, et al. Neoplasms derived from plasmacytoid dendritic cells [J]. Modern pathology : an official journal of the United States and Canadian Academy of Pathology, Inc,2016,29 (2): 98-111.
[8] Mami NB, Mohty M, Chambost H, et al. Blood dendritic cells in patients with acute lymphoblastic leukaemia [J]. British journal of haematology,2004,126 (1): 77-80.
[9] Maecker B, Mougiakakos D, Zimmermann M, et al. Dendritic cell deficiencies in pediatric acute lymphoblastic leukemia patients [J]. Leukemia,2006,20 (4): 645-649.
[10] Triplett TA, Cardenas KT, Lancaster JN, et al. Endogenous dendritic cells from the tumor microenvironment support T-ALL growth via IGF1R activation [J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2016,113 (8): E1016-1025.
说明：本文为原创投稿，不代表检验医学新媒体观点。转载时请注明来源及原创作者姓名和单位。
志谢：感谢中元汇吉生物技术股份有限公司、天津协和博精医学诊断技术有限公司对【第四届检验与临床（血液与体液）思维案例展示活动】的大力支持！
编辑：徐少卿 审校：陈雪礼