【背景介绍】
通过简单地将它们嵌入凝胶中而没有永久的共价键，就可以装载多个有机分子，酶或无机颗粒。尤其是，基于Fmoc-FF的水凝胶独特的生物相容性，生物降解性，自愈性和剪切稀化特性为作为可注射载体的生物医学应用铺平了道路。但是，迄今为止，基于Fmoc-FF的组装与多个功能分子的截留相结合几乎完全是在宏观规模上完成的，并通过改变静态溶液中的浓度或溶剂进行了研究。为了对自组装结构的形成进行精确控制，并研究层流中的动态流动而不是烧瓶中一定程度的湍流，微流体技术是首选方法。
【科研摘要】
作为低分子量水凝胶剂，二肽水凝胶材料适合嵌入多种有机分子和无机纳米粒子。最近，德国莱布尼茨工业大学德累斯顿分校Yue Li，Julian Thiele以及中科院化学所李峻柏研究员团队介绍了一种简单但可精确控制的方法，该方法能够通过微流体通道内的超分子组装来制造基于二肽的水凝胶。相关论文Embedment of quantum dots and biomolecules in an in‐situ formed dipeptide hydrogel using microfluidics发表在《德国应用化学》上。研究人员将水溶性量子点（QD）以及在二甲亚砜（DMSO）中预混合的卟啉和二肽注入到一个Y形微流控连接处。在DMSO/水界面处，开始进行基于二肽的水凝胶的密闭制造。此后，形成的水凝胶以连续的方式沿着曲折形的微流体通道流动，逐渐完成凝胶化和QD截留。与常规试管中的水凝胶化相比，微流体控制的水凝胶化在材料形态和纳米粒子分布方面导致了定制的二肽水凝胶。组成，浓度和流速的变化会导致水凝胶纳米结构和性能的变化。通过停止水凝胶流动并移除微流控设备的微通道部分，可以在微流控设备内部的各个位置捕获QD的动态组装和逐步捕获。通过进一步的分析，作者确认了量子点被以非共价方式截留在水凝胶内部由二肽和卟啉组成的纳米纤维之外，并且可以实现水凝胶内部的有机/无机能传递。超分子肽构建基的“自下而上”自组装与水凝胶形态和纳米粒子可嵌入性的“自上而下”微流体控制的独特结合，为在一个协调的系统中集成多个分子实施量身定制的流通矩阵提供了基础稳定均匀地捕获目标化合物。
【图文解析】
首先，两种不同的卟啉，5,10,15,20-（四-4羧基苯基）卟啉（TCPP）和5,10,15,20-（四-4氨基苯基）卟啉（TAPP），由于羧基或氨基端基均用于研究这些差异是否对形成的纳米纤维的形态有影响（图1a）。连接到蜿蜒状流出通道的Y形微流结可连续产生所需的杂化水凝胶（图1b，e和f）。除去微流体装置的聚二甲基硅氧烷（PDMS）盖后，水凝胶结构保留在玻璃基板上（图1g和h），例如Fmoc-FF/TCPP/QD，可用于进一步表征光学特性和结构。
图1.（a）Fmoc-FF，TCPP和TAPP的化学结构。（b）通过微流体连续制造的超分子组装水凝胶的示意图。（c）将动态DMSO/水界面，TCPP和Fmoc-FF的光学显微镜和（d）荧光图像预先溶解在DMSO中，将QD-520分散在水中。（e）本研究中使用的微型设备的光学照片。（f）Fmoc-FF/QD-520/QD-570/QD-610/QD-710水凝胶的荧光显微镜图像，在365 nm紫外灯照射下形成微型设备。（g）除去PDMS盖后，水凝胶保留在玻璃基板上。（h）Fmoc-FF/TCPP/QD-520水凝胶的三维图像，图1g中的选定部分。
接着，作者比较了两种卟啉（TCPP和TAPP）和Fmoc-FF的相互作用，它们在主体中预先混合，并在微流体通道中动态混合。在没有QD分散在水中的情况下，使用吸收和荧光光谱法检查了水凝胶前体溶液的光学性质及其成核为水凝胶的能力（图2b至d）。
图2.（a）二肽和卟啉共组装的示意图。（b，c）Fmoc-FF水凝胶，溶解在DMSO中的卟啉（作为单体），水中的卟啉（作为聚集体）和Fmoc-FF/卟啉水凝胶的UV/vis光谱。（d）Fmoc-FF水凝胶，溶解在DMSO中的卟啉（作为单体），水中的卟啉（作为聚集体）以及具有不同Fmoc-FF浓度的Fmoc-FF /卟啉共组装水凝胶的发射光谱。（e）具有不同放大倍率的Fmoc-FF水凝胶的SEM图像。
QD并不嵌入二肽原纤维组件内部，而是仅被被动地截留在Fmoc-FF / TCPP原纤维网络的空隙中或保留在纳米纤维的表面（图3a至e）。
图3.（a）Fmoc-FF水凝胶，（b）Fmoc-FF/TCPP水凝胶和（ce）Fmoc-FF/TCPP/QD-520水凝胶在水中的浓度不同的TEM图像 通过微流体制备。（f）Fmoc-FF/TCPP/QDs散装水凝胶和QDs分散在水中的荧光光谱。（g，h）（g）具有不同浓度的TCPP的Fmoc-FF/TCPP本体水凝胶和（h）具有不同浓度的QD-520的Fmoc-FF/TCPP/QD-520本体水凝胶的流变学表征。
除了调查散装到Fmoc-FF/卟啉基水凝胶系统中的QD的一般相互作用外，作者还进一步研究了QD在微流制备的水凝胶中的动态截留。为此，从进水口1、2共注入DMSO中的Fmoc-FF/TCPP和水中的QD（图4a）。然后，在曲折状的流出通道中发生基于扩散的混合和水凝胶化，其反复变细也使能够研究流动方向对纤维形成的影响（图4a-c）。特别是在弯曲部分（图4d和e），出现了由传统的扭曲纳米纤维和直纳米纤维组成的Fmoc-FF独特组织。作者将这种复杂的形态归因于这些微通道部分中独特的三维混合轮廓（图4f）。
图4.（a）微通道的二维几何结构。（b）图4a中标记的区域DE1-6的荧光显微图像，绿色信号来自水中的QD-520，红色信号来自DMSO中的TCPP。（c）老化3天后，通过去除PDMS覆盖物，在区域C7中狭窄位置的Fmoc-FF/TCPP/QD-520水凝胶的CLSM图像。（d）图4a中的区域F1-2的几何图示。（e）图4a中所示的不同位置的光学显微图像，记录了水和DMSO的动态流动和混合。（f）在图4a中的区域F1-2中原位形成的Fmoc-FF的SEM图像。
作者还将额外的收集端口添加到流动槽中带有微通道的PDMS部分中的流出通道的不同位置，以表征关于不同流动历史和混合状态以及不同胶凝时间的Fmoc-FF/TCPP/QD。如图5b和c所示，与在更靠近Y结的出口处收集的那些或所获得的那些相比，表征后完全通过流通池的Fmoc-FF/TCPP/QDs水凝胶在吸收光谱中的红移较少通过常规混合而没有相同体积的微流体（图5c中的红色斑点）。
图5.（a）在微型设备内部不同区域组装的Fmoc-FF/TCPP/QD的一系列SEM图像。（b）分散在水中的QD，通过微流体（MF）制备的Fmoc-FF/QDs水凝胶和没有微流体的Fmoc-FF / QDs水凝胶的归一化发射光谱，其体积为100 µL。（c）通过图5b中的拟合曲线得出最大吸收峰。对于微通道长度的100％，50％和25％的微流体，可通过将出口管分别插入图5a中标记的B3，B5和B10中来实现。
为了研究杂化水凝胶中卟啉和量子点之间的功能相互作用，作者利用福斯特共振能量转移（FRET）研究了水凝胶系统中有机和无机部分的相互作用。这些测量结果还为通过微流控技术制造的Fmoc-FF/TCPP/QDs水凝胶的超分子组织提供了见识。QD发射和卟啉吸收之间的光谱重叠（图6b）是能量从QD（供体）转移到卟啉（受体）的先决条件（图6a）。随后，作者比较了TCPP和QD之间具有不同浓度比的Fmoc-FF水凝胶的荧光信号。
图6.（a）Fmoc-FF/卟啉/QDs水凝胶中能量转移的示意图。（b）Fmoc-FF/TCPP水凝胶的吸收光谱和量子点的发射光谱。（c，d）在（270）固定浓度的Fmoc-FF和QD-570，增加的TCPP浓度和（d）固定的浓度Fmoc-FF在270 nm激发的Fmoc-FF / TCPP / QD-570水凝胶的发射光谱 FF和TCPP，提高了QD-570的浓度。（e）QD-520，QD-570，QD-610，QD-710的荧光信号对杂化水凝胶中TCPP浓度的影响。（f）从微型设备收集的Fmoc-FF / TCPP / QD-570水凝胶的CLSM图像。
参考文献：doi/abs/10.1002/anie.202015340
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